要保证空气微生物采样器样本处理过程的准确性,核心在于“全程无菌控制、减少微生物损失、规范操作流程”,从样本转移到结果计算的每个环节都需严格把控。以下是具体要点:
一、样本转移:避免污染与损失
样本从采样器转移至处理容器(如培养皿、离心管)时,需同时防范外界污染和目标微生物的损耗:
无菌环境操作:
转移需在生物安全柜内进行,操作前用75%酒精消毒采样器采样头、容器表面及操作者手部;使用无菌吸管、移液枪(枪头需灭菌),避免接触非无菌区域(如容器外壁)。
误区提示:若在开放环境操作,空气中的杂菌会混入样本,导致菌落数虚高,尤其对低浓度样本影响显著。
采样液的充分洗脱:
对于撞击式、筛孔式采样器,采样后需用无菌洗脱液(如0.85%无菌生理盐水、磷酸盐缓冲液PBS)反复冲洗采样头(至少3次),确保附着的微生物完全进入洗脱液;涡旋振荡1~2分钟(转速2000~3000rpm),打破微生物聚集的菌团,提高分散度。
二、样本稀释:保证稀释倍数的精准性
当样本中微生物浓度较高时,需梯度稀释以获得可计数的菌落数(30~300CFU/皿),稀释过程的误差会直接影响结果准确性:
稀释液与容器:使用灭菌的梯度稀释管(如10mL容量的螺旋盖试管),预装9mL无菌稀释液(误差需≤±0.1mL);标记清晰稀释倍数(10⁻¹、10⁻²等),避免混淆。
操作规范:
移液时确保吸管/枪头尖端接触液面下1~2cm,避免吸入气泡;
从高浓度向低浓度稀释时,每一步均需混匀(用手搓动试管10~15次),确保稀释均匀;
同一稀释倍数做2~3个平行样,减少随机误差。
三、培养与计数:控制培养条件,规范计数标准
微生物的生长受培养条件影响极大,需严格统一参数:
培养基选择与制备:
根据目标微生物类型选择培养基(如检测细菌用营养琼脂,真菌用马铃薯葡萄糖琼脂PDA),培养基需灭菌彻底(121℃高压蒸汽灭菌20分钟),且pH值符合要求(细菌pH7.2~7.4,真菌pH5.6~5.8),避免因营养缺陷或酸碱不适导致微生物无法生长。
培养条件控制:
温度:细菌36±1℃,真菌28±1℃,恒温培养箱需每日校准温度(误差≤±0.5℃);
时间:细菌培养48±2小时,真菌培养72±2小时,避免培养过短导致菌落漏计或过长导致菌落重叠。
计数规则:
选择菌落数在30~300CFU的平板计数(低于30则结果误差大,高于300则菌落易重叠);
若同一稀释度的平行平板菌落数差值超过1倍(如10⁻³稀释度平板菌落数为20和50),需重新检测;
计数时需区分目标微生物与污染菌(可通过菌落形态、染色镜检辅助判断)。
四、质量控制:全程验证可靠性
空白对照实验:
每批样本处理时,设置采样空白(采样器不采集空气,仅用洗脱液冲洗采样头后培养)和操作空白(直接将无菌洗脱液接种培养),若空白菌落数>5CFU,说明存在污染,需重新实验。
阳性对照与回收率验证:
定期用已知浓度的标准菌液(如大肠杆菌、金黄色葡萄球菌)模拟采样,计算回收率(回收率需在70%~130%之间,否则需检查采样器效率或处理流程)。
仪器校准:
采样器需定期校准流量(误差≤±5%),避免因流量不准导致采样体积偏差;
移液枪、培养箱等设备需每年经计量认证,确保参数准确。
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