平时在实验室常听到的一句话就是“今天某某试验没做好是为什么？今天某某试验没出结果是什么原因？今天某某试验为什么会是这样的呢？” 等等。

然后仔细一查找原因，往往是由于操作上面的不认真，或是一些小小的细节没有注意到。以下是集各路朋网友的一些实战经验，在此与大家分享：

1. 跑page胶的时候

小电压跑会避免高电压产生的热量尔导致的胶层变形。低电压泳道会比大电压泳道跑的直一些，且分离效果更高，有利于分子量相差不大的蛋白分离。

2. 提取质粒的时候

后一步的酒精挥发很关键，基本上是其后续的酶切反应的决定性因素。所以这一步尽量挥发长一点时间，是空调吹热风，或是37度温箱放长一点的时间，我试过室温过夜，酶切很好。

3. 做WESTERN BLOT 的时候

大家往往会摸索一抗、二抗的浓度，封闭时间，曝光时间等等，而每次变换其中的一个条件就需要从新跑胶、转膜，甚至重新提蛋白，这样会浪费大量的时间。其实*没有必要这样。一次转膜后，将PVDF膜晾干，裁减成小块，保存起来，用的时候取出一块，没有任何影响。这对于摸索条件的战友来说，节约了大量的时间。

4. 有关缓冲液和培养基配置

1)将缓冲液配方中的成分分别以10-100倍配成母液储存，需要的时候只需将相应的母液混合，补加水稀释即可。

2)配培养基时通常会忘记各成分的量，如配LB时的三个成分不记得到底哪个是5g，哪个要10个，因此可以在常用的试剂瓶的标签上注明所需的量，如配LB时，在NaCl瓶外注明10g/L, yeast 5 g/L, tryton 10 g/L等，很方便，不需要每次配之前临时翻书。

5. 有关PCR主反应液配置

在做克隆鉴定的时候经常需要在酶切鉴定前进行PCR鉴定，每次配置PCR反应液很繁琐，可以将其配置类似kit的形式，按你需要的反应体系列表，然后放大100倍配置100×主反应液(100次反应)，其中含buffer，Mg2+，dNTPs，但不含引物和Taq酶，然后可以10×分装或一管储存在-20度，在需要的时候拿出融开，然后按所需的PCR反应个数吸取相应的倍数，再补加相应反应倍数的Taq和引物，混匀后分装，这样做的好处如下：

1)可极大的节省宝贵的时间，可早点收工，看球；

2)避免每次反应加样不均的可能；

3)大大减少PCR假阳性的产生。

6. 有关酶切反应液的配置

在做酶切时，也可以象PCR一样配置主反应液，每次反应前先列好反应的体系，算好需要的反应数，然后按所需反应的体系按所需反应数放大，加入buffer、酶、水，质粒栏空缺，然后混合后按除质粒DNA的体积分装，然后再在每管中加入相应体积的质粒DNA酶切，这样做的好处如下，特别是当同时有10几个阳性克隆需要鉴定时尤为明显：

1)各反应成分均一；

2)可大大减少限制型内切酶的使用；

3)节省时间。

7. 有关SDS－PAGE：

1)可将SDS-PAGE的积层胶，分离胶预先配好大体积如100ml储存在4度冰箱(注：10%AP，TEMED不加，切记!!!)，每次配置时只需吸取相应体积的预制胶加入AP，TEMED即可，没必要每次制胶时候翻分子克隆，特别方便，而且，这样的预制胶可储存半年以上，不失为偷懒的方法;更关键的是可大大减少与丙稀酰胺的接触，因此大大减少中毒的机会。2)电泳时虽然小电泳分离效果要好一些，但2小时以上的等待的时间实在是痛苦，因此可以提高电泳至150V，但需要将整个电泳槽放在放满冰水的脸盆里散热，这样跑出来的胶分离效果丝毫不比低电压来的差，关键是时间大大节省，不需1h即可看结果了。